Arthropoda Diplopoda

Como lidar com Diplopoda na prática

O grupo que você provavelmente está procurando se enquadra em arthropoda diplopoda, os chilópodes que as pessoas confundem com centopeias porque têm pernas demais para serem confortáveis. Eles são onivívoros detritívoros, basicamente os lixeiros do solo. A maioria vive em folhas em decomposição, sob troncos caídos ou dentro de solo úmido. Se você está estudando ou tentando identificar exemplares, aqui vai o que funciona e onde as coisas costumam dar errado. A primeira coisa que diferencia um diplopode de um milípode de verdade é o número de pernas por segmento corporal. Cada anel verdadeiro tem duas pernas. Os quilópodes têm uma perna por anel. Isso parece óbvio até você pegar um exemplar danificado ou parcialmente enrolado, quando a contagem vira um pesadelo. Na prática, conte sempre os anéis anteriores, não os posteriores, porque os últimos segmentos se sobrepõem e distorcem a contagem. Dentro do grupo, as ordens principais são Polydesmida, Spirobolida, Spirostreptida e Glomerida. Se você tem um exemplar achatado lateralmente com placas dorsais largas, provavelmente é um Polydesmida. Se é cilíndrico e se enrola em espiral apertada, provém de Spirobolida ou Spirostreptida. Glomerida são aqueles que viram uma bola quase perfeita quando perturbados.

Coleta e preservação

Para coleta, o método mais eficiente é peneirar serapilheira. Uma peneira de malha 4mm sobre uma folha branca resolve a maioria dos casos. Você passa a terra peneirada, os milipedes vêm junto com minhocas, colêmbolos e besouros. O segredo é lavar devagar com água morna numa peneira mais fina, porque os exemplares pequenos escoram rápido. Depois transfira para álcool 70% dentro de 10 minutos. Se deixar secar antes, a capsule fica frágil e qualquer manipulação posterior quebra as pernas. Um problema que eu tive recentemente foi com espécies do gênero Trigoniulus. Eles produzem uma secreção defensiva extremamente pegajosa que solidifica com o álcool comum. O álcool 70% sozinho formava uma crosta impermeável em torno do animal, impedindo a fixação adequada dos tecidos para dissecção. A solução foi fazer uma pré-imersão em água destilada por 30 segundos antes de transferir para o álcool. A água dilui a secreção superficial e o álcool entra em contato direto com a cutícula. Perdi cerca de 15% dos exemplares menores nesse processo, mas os que restaram ficaram com qualidade de preservação muito superior.

Morfologia interna e dissecção

Se o objetivo é estudar estruturas internas, como o sistema genital masculino ou os espermadutos, você precisa usar uma solução de hidróxido de potássio a 10% para limpeza tecidual. Coloca o espécime em uma cápsula de Petri, cobre com KOH 10% e deixa agir por 2 a 4 horas em temperatura ambiente. Os tecidos moles se dissolvem e resta o esqueleto externo com as estruturas genitais expostas. O tempo varia conforme o tamanho do animal. Exemplares com mais de 3cm de comprimento precisam de mais tempo, mas se deixar demais o KOH começa a atacar a quitina também. O ponto cego da maioria dos manuais é que muitos diplopodos têm o primeiro par de pernas modificado em gonopódios nas fêmeas de certas famílias. Se você está separando por sexo baseado apenas na presença de pernas modificadas nas primeiras patas, vai errar em espécies onde essa característica é variável ou ausente. O correto é observar os gonopódios propriamente ditos, localizados nos sétimo e oitavo segmentos corporais, que são estruturas complexas e especie-específicas.

Dificuldades e limitações reais

A identificação por morfologia externa só funciona até o nível de família na maioria dos casos. Para chegar até espécie, você quase sempre precisa de gonopódios bem preparados ou análise molecular. Tentar identificar pelo aspecto geral é perda de tempo. Além disso, a variação intraespecífica em cores e tamanhos é enorme, então depender de cor como caractere diagnóstico é arriscado. Um mesmo indivíduo pode mudar de tonalidade entre estações secas e chuvosas por desidratação relativa do corpo. Outro problema prático é que diplopodos não sobrevivem bem em cativeiro por longos períodos. A maioria morre em semanas se o substrato estiver seco demais ou se a ventilação for excessiva. Se a ideia é manter vivos para observação comportamental, o substrato precisa ter pelo menos 60% de umidade relativa permanente e o recipiente deve ter tampa com microperfurações, não furos grandes. Formigas e ácaros predadores entram pelos furos grandes e acabam com a coleção em dois dias.

O que não funciona

Armadilhas de contenção com óleo não funcionam bem para diplopodos porque eles têm resistência natural a muitos hidrocarbonetos. Armadilhas de fermentação com frutas também atraem pouco, já que a dieta principal é detrito vegetal e fungos, não frutas maduras. O método que realmente funciona é o uso de armadilhas de empurrão com formaldeído a 4% no solo, que fazem o animal subir para escapar do tratamento químico e cai na armadilha. Mesmo assim, a eficiência cai drasticamente em solos arenosos porque o produto se dilui rápido. Se você precisa de uma referência rápida para começar, o Handbook of Zoology, volume sobre Arthropoda, seção Diplopoda, ainda é a base mais confiável. Para espécies neotropicais, os trabalhos do Grupo de Pesquisa em Myriapoda de algumas universidades brasileiras cobrem a maior parte do que está descrito. O problema é que muitas espécies-deserto existem apenas em coleções museumológicas sem descrição formal.