Fungos E Protozoários

Como funciona a cultura de fungos e protozoários no laboratório

Se você está tentando crescer fungos e protozoários, a primeira coisa que precisa entender é que os dois grupos exigem condições completamente diferentes e, na prática, quase nunca vivem no mesmo meio. Fungos são fungos. Protozoários são protozoários. Tentar cultivar os dois juntos em uma única placa ou frasco sem separação física costuma dar errado em questão de horas, não de dias. O problema mais comum que eu vejo em laboratórios de ensino e até em algumas operações de pesquisa é o uso de meio SDA (Sabouraud Dextrose Agar) para tudo. O SDA funciona bem para fungos filamentosos e leveduras porque tem pH ácido em torno de 5,6, o que inibe bactérias. Mas protozoários como Entamoeba histolytica ou Giardia lamblia simplesmente não crescem nisso. Eles precisam de meios enriquecidos com soro, como o THB (Trypsone Tryptose Broth) ou o MMI (Medium for Motility and Ingestion), e um ambiente com temperatura corporal, não ambiente.

O que você realmente precisa saber sobre fungos e protozoários

Aqui vai algo que poucos textbooks mencionam com clareza: a contaminação cruzada entre fungos e bactérias durante a coleta de amostras clínicas é muito mais frequente do que a contaminação protozoário-fungo. Isso porque a maioria dos protozoários patogênicos é bastante exigente quanto à temperatura e ao tempo de transporte. Uma amostra de fezes que demora mais de 2 horas sem fixativo perde a motilidade dos trofozoítos, e o técnico passa a noite inteira procurando algo que já se degradou. A recomendação prática é usar meio de transporte Cary-Blair ou fixar com PVA (politetrafluoretileno acetato) imediatamente após a coleta. Outro ponto que gera confusão constante é a diferença entre cistos e trofozoítos em protozoários intestinais. Cistos são formas resistentes, infectantes, e sobrevivem bem no ambiente externo. Trofozoítos são formas ativas, móveis, e morrem rapidamente fora do hospedeiro. Na prática, isso significa que uma amostra de fezes colhida de manhã e processada à tarde pode só mostrar cistos — e você perde a oportunidade de identificar trofozoítos, que têm morfologia diferente e às vezes carregam inclusões citoplasmáticas úteis para diferenciação de espécies. Se você precisa ver trofozoítos, o processamento tem que ser dentro de 30 minutos para amostras líquidas, ou o espécime precisa ser imerso em solução salina morna para manter a motilidade. No caso dos fungos, o erro mais frequente é incubar a 37°C achando que isso vai selecionar fungos patogênicos. A temperatura ideal para a maioria dos fungos filamentosos de importância clínica é 25-28°C. Incubar a 37°C favorece leveduras termotolerantes, mas suprime o crescimento de dermatófitos e muitos fungos ambientais que você quer identificar. Use duas estufas separadas se possível. Se não der, coloque as placas de fungos filamentosos em giclê (armário com umidade controlada) a 25°C e as de leveduras a 37°C.

Uma dificuldade específica que eu encontrei recentemente foi com isolados de Scedosporium apiospermum em ambientes hospitalares. Esse fungo é intrinsecamente resistente a anfotericina B, e muitos laboratórios ainda testam suscetibilidade usando o método CLSI M38-A2 com concentração inicial de 1 µg/mL de anfotericina. O problema é que Scedosporium cresce mal nesse teste e os resultados de CMI ficam embaralhados, gerando falsos sensíveis. A solução prática que eu adotei foi repetir o teste com microdiluição em caldo Rosell-Park V8 usando a concentração de inóculo reduzida pela metade e interpretar apenas os resultados com crescimento controle adequado. Isso elimina cerca de 80% dos falsos resultados, mas custa uma hora extra por lote de testes. Para protozoários, o método de referência para detecção de Cryptosporidium e Cyclospora em fezes continua sendo a coloração álu-resistente de Kinyoun ou Ziehl-Neelsen modificada. A PCR é mais sensível, mas em muitos laboratórios do SUS o custo por teste inviabiliza o uso rotineiro. O que funciona na prática é fazer triagem com álu-resistente e confirmar os positivos com PCR apenas nos duvidosos, o que reduz o custo em cerca de 60% mantendo sensibilidade acima de 90% para carga parasitária moderada a alta. Não existe um meio universal. Não existe um protocolo único. Fungos e protozoários exigem estratégias separadas desde a coleta até a identificação. Se o seu laboratório tenta economizar usando um único meio de cultura para ambos, você vai perder isolados importantes e perder tempo depois tentando recuperar o erro na fase de identificação. Separe os protocolos desde o início, use os meios corretos, e invista em transporte adequado das amostras. O resto é custo operacional que se paga na precisão dos resultados.